MGA DE LA TÉCNICA DE SEDIMENTACIÓN ESPONTÁNEA EN TUBO PARA COPROPARASITOSCÓPICOS

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Codigo: MGA.CDMI.QCH.020

Rev. 01

Empezar

ÍNDICE

EQUIPOS, INSTRUMENTOS, MATERIALES Y TIPO DE MUESTRAS

INTRODUCCIÓN

PROCEDIMIENTO

FUNDAMENTOS

CONTROL DE CALIDAD

DEFINICIONES

VALORES

ABREVIATURAS

REGISTRO

REACTIVOS

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Introducción

Las infecciones parasitarias, producidas por protozoos y helmintos intestinales, afectan a más de dos billones de la población mundial y constituyen un problema de salud pública, especialmente en países en desarrollo con inadecuadas condiciones sanitarias. El diagnóstico de las infecciones parasitarias intestinales se basa, sobre todo, en el análisis microscópico de las muestras fecales, que incluyen montajes húmedos directos, concentrados y frotis de tinción permanente. Aunque se considera que un examen directo realizado adecuadamente y examinado por una persona experta diagnóstica 60 a 70% de los casos de parasitosis intestinal, generalmente se requiere de la realización conjunta de un método de concentración.

Uso Previsto

La técnica de sedimentación espontanea se utiliza para la búsqueda de enteroparásitos, como lo son los protozoarios y helmintos en muestras de heces, como apoyo en el diagnóstico de enfermedades intestinales.

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Fundamento

La técnica de sedimentación espontánea en tubo se basa en separar las estructuras más grandes a través de la filtración con gasa para posteriormente concentrar el resto de la muestra. Así pues, los parásitos descenderán al fondo del tubo por gravedad. Al no utilizarse reactivos tóxicos, se mantiene la viabilidad del parásito, permitiendo la visualización de trofozoítos y algunas larvas. Además de que en ausencia de centrifugación se conserva la morfología de las etapas parasitarias.

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Comensal

Hospedero

Ooquiste

Disentería

10

Protozoario

Enteroparásitos

11

Quiste

Espontáneo

12

Gameto

Sedimentación

Sedimentación espontánea

13

Gametocito

14

Helminto

Trofozoíto

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Significado Clínico

Abreviaturas

La presencia de parásitos en heces no significa siempre un daño al hospedero, los denominados comensales no suelen causar reacciones adversas a la salud de huésped, pero su presencia puede ser indicativo de alerta, ya sea por un contacto de riesgo (consumir alimentos en la calle, manejo de fómites, etc.) o condiciones sanitarias inadecuadas. La presencia de parásitos intestinales es causante de una gran variedad de signos y síntomas, entro siendo los más comunes: diarrea, dolor abdominal, disentería, náuseas, vómito, fiebre y pérdida de peso.

etc

mg

miligramos

etcétera

cm

porciento

centímetro

NaCl

mL

cloruro de sodio

mililitro

SSF

pH

potencial de hidrogeno.

solución salina fisiológica

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reactivos

Solución salina fisiológica (SSF).

Formalina al 10%.

Formalina al 5%.

Info

Info

Info

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N/A

Equipos

+ INFO

EQ.QCH.006 Microscopio

Instrumentos

+ INFO

1. Abatelenguas.
2. Aplicadores de madera.
3. Cubreobjetos.
4. Embudos.
5. Gasas.
6. Gradillas para tubos de 13 x 2.5 cm.
7. Pisetas.
8. Pipetas Pasteur.
9. Portaobjetos.
10. Tubos cónicos de plástico de 13 x 2.5 cm y 50 mL de capacidad con tapa.

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Materiales

Tipo de Muestra

Heces (ver M.CDMI.QCH.001 Manual para la toma, transporte, almacenamiento y disposición segura de muestras QCH).

+ INFO

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Procedimiento

Recepción de la muestra

Resultados y validación

Cálculos

Análisis de la muestra

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Control de calidad

Cada vez que se realice la prueba o se prepare nuevo lote de SSF se debe procesar una muestra control de acuerdo al punto 14. Nota: Las muestras control son aquellas muestras de pacientes que por su carga parasitaria fueron preservadas.

Preservación de las heces

Para huevos y larvas de helmintos

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Valores o muestras de referencia

Características del método

Interferencia

Interpretación de resultados

Recomendaciones

Requerimientos

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REGISTRO

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ANÁLISIS de la muestra.

1. Examinar la muestra por inspección visual en búsqueda de parásitos macroscópicos.
2. Separar en un frasco limpio de 2 a 5 g de muestra y, con ayuda de un abatelenguas, homogeneizar en 10 mL de solución salina hasta lograr una suspensión adecuada.
3. Con ayuda de una gasa y embudo, filtrar la suspensión pasándola a un tubo cónico

Info

Info

Info

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NOTA

El tiempo de reposo puede ser hasta de 12 horas.

• Retirar la tapa del tubo procurando no moverlo bruscamente y con ayuda de una pipeta, eliminar la mayor cantidad posible de sobrenadante y tomar muestra del sedimento.
• Colocar dos gotas del sedimento separadas en un portaobjetos.
• Colocar un cubreobjetos sobre una de las gotas.
• A la gota restante, agregar una gota de Lugol.
• Con la esquina de un cubreobjetos mezclar la gota de Lugol y sedimento, enseguida, colocar el cubreobjetos evitando la formación de burbujas.
• Observar ambos montajes en su totalidad con objetivo de 10x, aumentando a 40x (ver P.CDMI.LAB.006 PNO para uso del microscopio) para visualizar estructuras sospechosas a parásitos (quistes, huevos, larvas, ooquistes o adultos ver LB.EXT.QCH.001 Atlas de parasitología).

Conservación y estabilidad

Preparación de Reactivos

Formalina al 10%

Formalina al 10%

• Conservar a temperatura ambiente.

• Mezclar 90 mL de SSF con 10 mL de formaldehido comercial (37 al 40%).
• Vaciar en un contenedor con tapón hermético no metálico.

NOTA

En el montaje sin Lugol se debe enfocar la búsqueda en la fase trofozoitica del parásito.

Preservación de las heces

Para quistes de protozoarios

• Por cada parte de heces que se desee preservar, agregar 3 partes de formalina al 10%.
• Rotular el frasco con los parásitos presentes en la muestra.
• Almacenar a temperatura ambiente por un periodo de 6 meses, al término de este tiempo, las muestras se evaluarán en búsqueda de los siguientes signos de deterioro: moho visible macroscópicamente, formas fúngicas microscópicas y degradación de los parásitos en la muestra que dificulten su identificación.
• Si la muestra presenta alguno de los signos antes mencionados, se deberá proceder a su desecho de acuerdo a lo establecido en el P.CDMI.LAB.001 PNO para el manejo de RPBI.

Preparación de Reactivos

Conservación y estabilidad

Solución salina fisiológica

Solución salina fisiológica

• Pesar 9 gramos de NaCl cristal.
• En un matraz aforado de un litro, agregar 500 mililitros de agua destilada o desionizada.
• Vaciar al matraz el NaCl pesado previamente y mezclar.
• Aforar hasta la marca de un litro, mezclar y vaciar al contenedor en el que se almacenara la solución

• Conservada a temperatura ambiente tiene una estabilidad de 6 meses.

Resultados y validación

Al finalizar el análisis registrar en la B.CDMI.QCH.029 Bitácora de resultados de coproparasitoscópico.Para el reporte y validación de resultados proceder de acuerdo al P.CDMI.LAB.002 PNO para actividades post examen.

Preparación de Reactivos

Preparación de Reactivos

Formalina al 5%.

Formalina al 5%.

• Conservar a temperatura ambiente.

• Mezclar 95 mL de SSF con 5 mL de formaldehido comercial (37 al 40%).
• Vaciar en un contenedor con tapón hermético no metálico.

Los hallazgos encontrados en las muestras de heces pueden ser indicativos de parasitosis intestinal.

Reportar los hallazgos aplicables de acuerdo al P.CDMI.LAB.013 PNO para vigilancia epidemiológica.

Recepción de la muestra

Verificar que la muestra cumpla con las condiciones adecuadas para su análisis según lo establecido en el M.CDMI.QCH.001 Manual para la toma, transporte, almacenamiento y disposición segura de muestras QCH y el P.CDMI.LAB.004-4 PNO para actividades pre examen.

Registrar la muestra en el B.CDMI.LAB.033-0 Bitácora de recepción, envío y reporte de estudios, según lo establecido en el P.CDMI.LAB.011 PNO para actividades de examen.

Interferencia

Muestras contaminadas con orina, agua del inodoro, cremas corporales, talco o papel sanitario.

Muestras evacuadas con ayuda de supositorios o laxantes.

Muestras tomadas directamente del pañal.

Muestras con más de 48 horas de haber sido evacuadas o no refrigeradas hasta su entrega al laboratorio

Muestras diarreicas o con moco abundante con más de 2 horas de evacuación.

Muestras tomadas durante el periodo menstrual y haber consumido algún desparasitante 72 horas antes de la toma de muestra.

NOTA

En muestras diarreicas, colar con la gasa un volumen de 10 mL de la muestra sin adicionar la solución salina.

• Completar el volumen final (50 mL) con solución salina y tapar herméticamente.
• Agitar enérgicamente por 30 segundos y dejar reposar por mínimo 45 minutos.