Unidad 10

Muestreo de organismos y otros vectores

Unidad 10

Índice

Introducción

Equipos de inspección de plagas

Señales y huellas de la presencia de organismos nocivos

Muestreo y toma de muestras de artrópodos y roedores

Muestreo de microorganismos

01

INTRODUCCIÓN

Introducción

Muestreo de organismos y otros vectores

En la prevención y control de plagas es necesario identificar la plaga que infesta un determinado lugar y evaluar el nivel de tolerancia, para valorar la necesidad de tomar medidas preventivas que eviten que los organismos nocivos causen daños o se transformen en una plaga, y si es necesario intervenir y realizar un tratamiento si la población supera el nivel de tolerancia.

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02

Equipos de inspección de plagas

Equipos de inspección de plagas

• Linterna halógena con filtro rojo, para no ahuyentar a los insectos cuando observamos grietas, oquedades, etc. donde pudieran esconderse los insectos. Existen linternas con luz UV que permiten evidenciar las manchas de orina de roedores que es fluorescente con esta iluminación. • Espátula para introducir en las rendijas o grietas de paramentos, zócalos, revestimientos, etc. Si cabe la espátula también caben los insectos de la plaga.

En la búsqueda de rastros de la plaga se necesita un equipo para realizar el muestreo integrado por determinados útiles, documentos, trampas, etc. y el equipo de protección personal pues se está expuesto a riesgo biológico. El equipo para la inspección estará compuesto por.

Lámpara uv

Equipos de inspección de plagas

Contextualiza tu tema

• Trampas de captura y monitorización. Permiten localizar los focos de infestación y evaluar el tamaño de la población de la plaga. En el caso de insectos es aconsejable el uso de trampas de feromonas. En el caso de roedores, estos se esconderán de nuestra presencia por lo que las capturas no se harán mientras dura la inspección. • Aerosol con insecticida (piretrinas) que actúe como repelente. Tiene el fin de hacer salir a los insectos de sus lugares de refugio, y poder ver el grado de infestación, a la par que eliminamos ejemplares vivos.

• Espejo articulado, para observar zonas escondidas y de difícil acceso, como la parte trasera de muebles pesados.• Destornilladores, alicates, etc. por si hay que desmontar interruptores, registros de luz, rejillas, aire acondicionado, etc. • Máquina de fotos o de vídeo. Para registrar defectos estructurales, escondrijos de la plaga, estado de las instalaciones, etc.

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Trampas adhesivas

Embudo de Berlese

• Etiquetas para identificar las muestras mediante: Lugar, fecha, hora, técnico, otros datos de interés. • Conservantes. Adecuados al tipo de muestra., etanol 70%, formol 4%, etc. • Pinzas, Para la recogida de muestras. • Bloc de notas y cuestionarios de inspección. Para anotar los resultados y hacer un esquema de la instalación. • Equipo personal de protección.

Formol

Etiquetas

medidas de biodiversidad personal

Para prevenir y estar protegidos frente a posibles riesgos laborales, cualquier técnico que entrase en locales sospechosos de estar infestados para realizar una inspección debería:

• Seguir los Procedimientos Normalizados de Trabajo específicos de la empresa

• Disponer, con carácter previo, de formación y cualificación profesional.

• Disponer de vestuario y equipo de protección personal frente a eventuales picaduras o daños.

epis

Se debe asumir que todo local o vivienda es sospechoso de estar infestado. El equipo de protección individual (EPI)estándar incluida:

Mono desechable (preferiblemente de color blanco, para contrastar con los organismos de la infestación).

Protección respiratoria en supuesto de mala ventilación o riesgo de transmisión de patógenos específicos: filtro frente a partículas mínimo FFP2, o FFP3.

Calzas: se recomienda sellar con cinta adhesiva.

epis

Guantes desechables, preferiblemente de nitrilo.

Calzado especial, casco en zonas de riesgo, etc

• El técnico evitará depositar equipos sobre camas, sofás, sillas tapizadas, suelo (enmoquetado), etc.,

• No introducir en espacios infestados material o equipo que no fuera absolutamente necesario.

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• En todos los casos y, especialmente, en el supuesto de evidencia de infestación, el EPI debe ser retirado siempre antes de salir de la habitación,

• Si es necesario airear la estancia, hay que tener la precaución de abrir las ventanas

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al finalizar

el técnico debe revisarse a sí mismo y al equipo. Lo antes posible tomará una ducha. La ropa y el material extraído, no desechable de locales infestados se someterán al tratamiento de descontaminación necesario.

03

señales y huellas de lap resencia de organismos nocivos

Señales y huellas de la presencia de organismos nocivos

Excrementos de cucarachas, moscas, chinches, entre otros

Huellas, como por ejemplo sangre por picadura de mosquito o chinches. 0 por el aplastamiento de estos en sábanas, paredes, etc.

La identificación de especies y el análisis de la situación en que se encuentra la zona o espacio por áreas, exteriores e interiores, se llevará a cabo mediante el reconocimiento de las instalaciones y un examen del entorno.

Ruidos, producidos al excavar túneles en la madera, llamar a congéneres, etc.

En esta investigación, si no se observan artrópodos se identificará su presencia mediante rastros u otros signos, como pueden ser:

En el caso de los

roedores

es difícil observarlos vivos pues se esconden, por lo que los signos cobran mayor importancia, siendo las heces un elemento principal en la investigación e identificación. También hay que considerar manchas de orina, alimentos deteriorados, restos de pelaje o mudas, materiales roídos, madrigueras, pistas de paso, etc. así como los ruidos producidos por sus carreras.

señales y huellas de la presencia de organismos nocivos

Huellas de pisadas y daños

Heces

Pelos y restos orgánicos

Cadáveres

Manchas de orina

04

muestreo y toma de muestras de artrópodos y roedores

Tipos de muestreos

Indirectos

Directos

La unidad de muestreo representa una parte imprecisa de la plaga que no se puede asociar directamente con la población por zona, área o por planta; es una estimación relativa o semicuantitativa de la infestación. Un ejemplo es el caso de la captura de insectos usando trampas con atrayentes (colores, feromonas, luz, cebos de alimento, etc.), con redes entomológicas, trampas de caída, o del registro del número de insectos que se observan en un tiempo determinado. El resultado se expresa en el número de insectos por trampa por día o por semana.

En el muestreo directo se mide una porción de la población en su hábitat. La unidad de muestreo puede ser una determinada área del suelo, una habitación, una parcela de jardín, etc.; en cultivos, parques y jardines puede muestrearse cierta longitud de un surco, una planta entera, una parte de la planta o un órgano de la misma. Es importante el modo de recorrer el espacio para recoger las muestras a fin de conseguir una cobertura uniforme, con lo que el resultado final será representativo de lo que sucede en la población.

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4.1

Trampas de muestreo. Tipos y usos

Entre otros métodos

En el muestreo de artrópodos y otras plagas como los roedores,

la utilización de trampas como método de captura, así como su utilización en estudios de población y de comportamiento animal, es el más usual. Las trampas de captura para identificación y recuento nos ayudarán a realizar una buena planificación de control integral, al permitimos conocer el insecto diana, el grado de intensidad de la plaga y determinar el momento óptimo de los tratamientos químicos.

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métodos Captura para artrópodos

Organismos en hojarasca y suelo

Zooplacton

Acuáticos

Voladores

Los representantes del zooplancton se recogen con redes de arrastre o de plancton

precisaremos de una manga de malla cerrada, con bastidor fuerte para compensar la mayor resistencia en este medio

manga entomológica o cazamariposas.

se colectan con pala y se separan con un cernidor

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Los métodos para la captura de los artrópodos que permanecen ocultos entre la vegetación, son: el barrido, el vareo o batido de las plantas, se recogen los organismos que caen en redes, sábanas o paraguas invertidos.

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Trampas para artrópodos

El hábitat edáfico es húmedo y oscuro y para capturar los ejemplares se utiliza el embudo de Berlese,

En los muestreos de control de artrópodos se emplean trampas que utilizan diferentes tipos de atrayentes y mecanismos de retención. Las más comunes son:

Trampas de luz

. Los insectos son atraídos mediante un señuelo

Adhesivas

se emplean trampas de color como señuelo

Color

Trampas de luz

El hábitat edáfico es húmedo y oscuro y para capturar los ejemplares se utiliza el embudo de Berlese, que actúa haciendo huir a los organismos de la luz y el calor.

El hábitat edáfico es húmedo y oscuro y para capturar los ejemplares se utiliza el embudo de Berlese, que actúa haciendo huir a los organismos de la luz y el calor. Embudo de Berlese. Dispositivo de extracción de microartrópodos edáficos que se basa en el fototropismo negativo y el higrotropismo positivo. Consta de un embudo en cuyo extremo se coloca el recipiente recolector y en su boca un cedazo sobre el cual se colocan pequeñas porciones de una muestra de suelo; encima se dispone una fuente intensa de luz y calor que provoca reacciones de huida hacia el fondo del embudo.

Las trampas de luz se utilizan para capturar insectos voladores nocturnos o crepusculares, como es el caso de los mosquitos, aprovechando el marcado fototropismo que presentan numerosas especies. Entre las más utilizadas destacan:

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Toma de muestra de nemátodos

embudo berlese casero

Embudo Berlese oficial

Ahdesivas

Otros tipos de trampas, son las trampas adhesivas (trampas de pegamento), muy simples, de cartón o de otro material. Los insectos son atraídos mediante un señuelo, una feromona o un alimento cebo, hasta el interior, donde quedan pegados en la cola adhesiva que impregna el soporte. Se utilizan especialmente como técnica de evaluación de las infestaciones, en inspecciones y en actuaciones de control de cucarachas y en el control de roedores en la industria alimentaria

Las feromonas son sustancias segregadas por los insectos que provocan respuesta en individuos de la misma especie. Las trampas de feromonas se suelen utilizar con lepidópteros, moscas, cucarachas, etc. La utilidad en las trampas la marcará el tipo de feromona o más bien el efecto que puede llegar a provocar. Se suelen usar feromonas de atracción sexual o feromonas de agregación.

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color

Entre las trampas más utilizadas en agricultura, destacan las bandejas de color o trampas de Moericke. Las bandejas se colocan a l m del suelo y se llenan de agua con una pequeña cantidad de detergente que reduce la tensión superficial, cuando los insectos son atraídos caen al agua.

En el muestreo y el control de plagas, se emplean trampas de color como señuelo, pueden ser de agua y también se emplean trampas cromáticas adhesivas. El color más efectivo en las capturas es el amarillo con pulgones, pequeños dípteros, coleópteros, etc. Se emplean otros colores, como el azul para los trips.

Ejemplo de toma de muestra de artrópodos color

Captura de roedores

En la investigación de la presencia de roedores, para capturar especímenes e identificar la especie se emplean generalmente jaulas ratoneras (que veremos en temas posteriores) con un cebo alimentario sin plaguicida, se situarán en lugares de paso y puntos de alimentación. Menos recomendable es usar trampas de resorte o de adherencia

4.2

Transporte, preparación y conservación de muestras

Transporte, preparación y conservacion

de muestras

Una vez capturados los ejemplares de artrópodos los introduciremos en frascos de vino cerrados para su transporte al laboratorio. Para que no se estropeen, podemos optar por guardarlos de forma aislada en tubos de boca ancha. Se pueden transportar vivos al laboratorio, donde se dejarán morir o se matarán por asfixia, introduciendo en el bote una tira de papel impregnada de acetato de etilo o tetracloruro de carbono, se cenará herméticamente y se conservarán en seco.

Los insectos con alas delicadas (moscas, avispas, mariposas, etc.) es conveniente sacrificarlos de inmediato. Se utiliza una cámara letal constituida por un tarro con semin recubierto por escayola perforada o simplemente con virutas de corcho, donde se añadirán unas gotas de acetato de etilo o de éter, preferibles al cianuro potásico más peligroso. Tras la muerte se pasarán a tubos o bolsas de transporte.

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VS

Muestra mal tomada

Muestra bien tomada

Muestra inadecuadamente recogida con riesgo de infestación secundaria por fuga de los insectos

Preparación correcta de la muestra para enviar. El recipiente Muestra inadecuadamente recogida estanco está protegido con una protección plástica adicional estanca, para contener los insectos en caso de rotura.

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Conservación de la muestra

Para la conservación en medio líquido de crustáceos, miriápodos e insectos de tegumento blando, se guardarán en frascos apropiados al tamaño de los ejemplares y sumergidos en alcohol de 70° al que se le añadirá unas gotas de glicerina, para reducir la deshidratación, y debidamente etiquetados. Para artrópodos no es recomendable eI formol al 4%, como conservante, que es el de elección para las muestras de gusanos y cadáveres de vertebrados. Las larvas y los huevos se sacrificarán con agua hirviendo, para fijar sus tejidos, y se preservarán en alcohol de 70°

Los adultos de insectos con exoesqueleto duro y garrapatas se pueden preservar bien en alcohol de 70° que evita el endurecimiento de las membranas articulares y las articulaciones. No se deben mantener mucho tiempo en esta solución para que no se pongan.

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etiquetado e identificación

Identificación

Etiquetado

Los artrópodos adultos se montan en seco, utilizando alfileres y cajas entomológicas y preservando el material del ataque de insectos necrófagos. Se montan con alfileres entomológicos, de grosor variable, siendo los más usados los nº 0, l y 2. Los ejemplares se pinchan por la cara dorsal y sobre el tórax.

Los tubos, frascos y bolsas se sellarán y etiquetarán. Las etiquetas irán escritas a lápiz, pues la tinta puede emborronarse con el alcohol. En ella se indicará el lugar, fecha y hora de la recolección; se numerará la muestra con un código y se pondrá el nombre del técnico que la ha recogido.

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Montaje del alfiler entomológico

Para el montaje correcto de las mariposas, de forma que queden con las alas extendidas, se utilizan unos aparatos denominados extendedores. Si los insectos son pequeños y por tanto difíciles de insertar en alfileres entomológicos, podemos guardarlos de cualquiera de estas dos formas: sobre alfileres muy finos, cortos y sin cabeza denominados minucias o bien pegar el ejemplar sobre un pequeño cartón.

Etiquetado de especies

Una vez montados los ejemplares se procederá a su etiquetado. Al menos figurarán dos etiquetas, la etiqueta de localidad que indicará el lugar de recogida, provincia, región, país, etc., fecha de recolección y el nombre del recolector. En la etiqueta de identificación figurará la familia y el género y especie a que pertenece el ejemplar, y el nombre de la persona que efectuó la determinación. Los ejemplares en seco se pinchan en cajas entomológicas a las que añadiremos algún conservante para evitar la entrada de insectos que puedan destruir la colección, como, por ejemplo, una pastilla antipolilla o una ampolla Sauvinet con esencia de creosota o nitrobenceno.

montaje de insectos

05

muestreo de microorganismos

detección de microorganismos

La detección de microorganismos (bacterias y hongos) en el medio se realiza mediante diferentes técnicas, según se trate del aire, el agua o en superficies. El muestreo microbiológico se realiza tanto previamente como en los tratamientos de desinfección para comprobar su eficacia; ya sea una desinfección de superficies, ambiental o de control de legionela. Es muy importante elegir los puntos de muestreo adecuados, teniendo en cuenta la zona o utensilio de riesgo, la dificultad de la limpieza y desinfección y la naturaleza y el estado de los materiales.

control de superficies

Este tipo de muestreos es muy importante en la industria alimentaria, para comprobar el estado de las materias primas o incluso de los trabajadores. La contaminación puede tener su origen en los instrumentos de trabajo, las ropas, el mobiliario o por una higiene deficiente. Con el muestreo también se puede comprobar la eficacia de los métodos de Placas de Petri con desinfección.

Los microorganismos que se investigan medio de cultivo para más frecuentemente son: la flora microbiana total, el recuento de coliformes totales, hongos y microorganismos de coliformes riesgo para el producto (por ejemplo esporas).!

Procedimiento a seguir

Paso 2

Paso 1

Toma de muestra: Se recomienda realizarla unas horas después de la desinfección. Se pueden emplear diferentes métodos.

Interpretación de resultados: Se toma la siguiente referencia para establecer los valores umbral

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También se establecen niveles de riesgo según los requerimientos de asepsia del local o la sala en la que se realice el muestreo, permitiéndose un número mínimo de colonias según las necesidades; siendo más restrictivos en las salas blancas en las que se necesita un ambiente casi estéril, por lo que no deben superarse 10 ufc/ 100 cm2. Si tras el análisis aparecen resultados anómalos, se determinará la causa para asegurarse de que la toma de muestra ha sido correcta y verificar que se han seguido los protocolos de muestreo. Si después de un nuevo control microbiológico, continúan los resultados anómalos, deberá investigarse el origen de la contaminación.

Toma de microorganismos en superficie

Toma de microorganismos en superficie

control de aguas

En ciertas situaciones también se hace necesario el muestreo de fluidos: agua de los humidificadores, torres de refrigeración... ya que estos ambientes constituyen un caldo de cultivo muy propicio para que crezcan los microorganismos. Recordemos, como ejemplo a Legionella, que crece en los sistemas de refrigeración y tuberías de todo tipo.

El método más sencillo consiste en recoger directamente una muestra de fluido en un recipiente estéril para su posterior siembra. La muestra ha de ser representativa y hay que preservarla de contaminación accidental.

control de agua

Hay muestras que deben tomarse en recipiente de vidrio y otras precisan uno de plástico, dado que pueden alterarse las características de la muestra. El vidrio puede ser transparente, o bien de color topacio. Los volúmenes de los recipientes oscilan de 100 a 2.000 mL siendo los más empleados los de 500 y 1.000 mL. La abertura del envase debe tener un diámetro mínimo de 35 mm.

Para realizar captaciones a cierta profundidad sin alterar la muestra se utilizará un toma-muestras especial: es un equipo manual con un dispositivo de apertura y cierre. Cuando se necesitan muchas muestras se empleará un equipo automático, con uno o varios depósitos de almacenamiento de las muestras.

PROCEDIMIENTO A SEGUIR

4. Flamear la boca del grifo con algodón con alcohol. 5. Dejar correr el agua 2 minutos. 6. Llenar el frasco sin tocar el grifo. 7. Cerrar el frasco. 8. Cerrar el grifo.

• Grifos: 1. Retirar accesorios como filtros o atomizadores. 2. Limpiar el grifo con agua o alcohol etflico. 3. Dejar coireel agua 2 minutos y cerrar el grifo.

Toma de agua en grifo

PROCEDIMIENTO A SEGUIR

• Obtención de una muestra de un pozo o depósito. Siempre que se pueda se utilizará la bomba de aspiración del pozo o depósito, o de los grifos, operando igualmente que en el anterior.

Si no existe sistema de bombeo: se introduce el envase sostenido por una cuerda mediante lastre, tras agitar la superficie con el mismo frasco.

Toma de agua en pozo

PROCEDIMIENTO A SEGUIR

• Obtención de una muestra de una piscina, lago o río. Se sumerge el frasco 30 cm mirando hacia arriba y en sentido contrario a la corriente, evitando la orilla y fangos.

• Muestra de un manantial o de una boca de riego. En el manantial se toma directamente de la fuente y en la boca de riego se hace igual que con un grifo.

control de aire

Utilizaremos un muestreo del aire cuando exista la posibilidad de generación de bioaerosoles. Dado que en el bioaerosol se encontrarán tanto microorganismos cultivables (vivos) como sus partículas, deberemos utilizar un método, o varios que nos permitan detectarlos.

Control de aire

Vídeo de muestreo

Filtración

Impactación

Gravitación o impactación natural

El aire es filtrado por un medio en el que las partículas se depositan, con ayuda de una bomba de aspiración que trabajará con un flujo función del tipo de filtro (el flujo puede variar entre 1-500 l/min).

Los sistemas basados en la impactación fuerzan el paso del aire con una bomba de aspiración a través de pequeños orificios haciendo impactar a los agentes biológicos sobre el medio de cultivo.

Se basa en la tendencia a caer por acción de la fuerza gravitatoria de las partículas en suspensión cuando el fluido en el que se encuentran está en calma.

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identificación y transporte de la muestra

Una vez tomada la muestra, esta deberá etiquetarse correctamente y cerrarse herméticamente. Para identificar las muestras son necesarias etiquetas y hojas de muestreo. Se debe hacer constar en la etiqueta los siguientes datos: • Número de identificación de la muestra o código de barras. • Lugar, fecha y hora del muestreo. • Identidad de la persona que realiza la toma de muestras. • N° de recipientes e identificación por códigos según el agente conservante que lleven

Una muestra hay que conservarla y transportarla en las mejores condiciones para evitar alteraciones. Para ello se mantienen en la oscuridad evitando la acción de la luz y en muchos casos se añaden conservantes. Casi siempre deberá mantenerse a 4°C y enviarla al laboratorio con la mayor celeridad.

Técnicas de cuantificación y estimación de la densidad de la plaga

Tras la inspección y el muestreo, los datos obtenidos nos permitirán identificar la plaga, evaluar el tamaño de su población, el estado fenológico en que se encuentra la especie, valorar la incidencia de los daños, hacer una prospectiva de la evolución de la infestación, etc. La evaluación del grado de infestación se puede hacer mediante métodos cualitativos, en los que se ponderan los signos encontrados durante la inspección, o mediante métodos cuantitativos, que permitirán evaluar el tamaño de la población de organismos nocivos: artrópodos, aves o roedores.

5.1

Observación de individuos vivos y sus rastros in situ

La valoración de la densidad de la plaga mediante observación directa es un método cualitativo

Infestación baja

En la inspección se buscarán a los organismos de la plaga en los focos y puntos críticos, así como en los alrededores donde pudieran nidificar o reproducirse. También, se pueden poner trampas de captura cada noche. Para observar los insectos en el interior de edificios o alcantarillado, un buen método es pulverizar un piretroide que provoque su fuga y salida de los escondrijos en los que se encuentran.

Infestación media

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Infestación alta

captura - marcaje - recaptura

Los métodos de captura, marcado, liberación y recaptura de organismos

Los métodos de captura, marcado, liberación y recaptura de organismos es la técnica más utilizada para estimar las poblaciones de animales. En la diagnosis de las plagas se emplea en la evaluación del grado de infestación por roedores.

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Método para estimar la población

Basado en el método de captura - recaptura de Lincoln - Petersen, es un método muy usado en ecología para estimar el tamaño de una población en un área determinada.

Relación matemática: Se asume que la proporción de individuos marcados en la población total ( 𝑁) es aproximadamente igual a la proporción de individuos marcados en la segunda captura: 𝐴 / 𝑁 = 𝐶 / 𝐵 ​ De esta ecuación, despejando 𝑁: 𝑁 = 𝐴 ⋅ 𝐵 / 𝐶

Primera captura (A): Se capturan A individuos de la población, se marcan y se liberan de nuevo al ambiente. Segunda captura (B): Después de un tiempo (suficiente para permitir que los marcados se mezclen con el resto de la población), se realiza una nueva captura. En esta captura, se encuentran B individuos, de los cuales C ya están marcados.

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consumo de cebos

consumo de cebos

Se utilizan cebos de cereal u otro alimento, preferentemente en bloques para identificar la mordedura de la especie en cuestión, y se evalúa la diferencia de peso entre lo consumido y la cantidad inicial, durante varios días. Este método es para muchos técnicos en control de plagas, el mejor baremo para evaluar la densidad de la población. Los puntos de control se distribuirán de forma uniforme en el área que vamos a inspeccionar. En dichos puntos se colocará la misma cantidad de cebo, con el mismo tipo de alimento atrayente. Los cebos deben permitir desechar los datos de consumo que puedan llevar a cabo otras especies diferentes a la de la infestación. La cantidad consumida dividido por el factor de alimentación de la especie es estimativo del tamaño de la población.

consumo de cebos

El control de plagas de roedores mediante cebos se basa en estrategias que combinan el uso de rodenticidas y la colocación estratégica de estaciones de cebo para maximizar la eliminación y minimizar riesgos. Este método incluye varios pasos clave:

• Selección del Cebo y Ubicación: Los cebos, generalmente impregnados con venenos como anticoagulantes (ej., warfarina) o compuestos más potentes (brodifacum), son colocados en estaciones seguras. Estas estaciones están diseñadas para proteger a niños, mascotas y otros animales no objetivo mientras garantizan que los roedores accedan al cebo.

• Monitoreo del Consumo: Es esencial evaluar periódicamente el consumo del cebo para entender la magnitud de la infestación y ajustar la estrategia según sea necesario. Esto incluye la reposición de cebos consumidos y el cambio de ubicación si no hay actividad detectada en ciertas áreas

• Prevención y Evaluación Continua: Además de las medidas directas, es importante eliminar accesos y fuentes de alimento para los roedores mediante sellado de grietas y almacenamiento adecuado de comida, evitando nuevas infestaciones.

método de rastro de roedores

método de rastro de roedores

Se utilizan polvos de paso o tablillas con polvo en los que se marcarán las huellas, la abundancia de las mismas indica el tamaño de la población de acuerdo al número de huellas.

Muchas Gracias

La observación de cadáveres

es signo de una gran infestación o de que el tratamiento es el adecuado

En el caso de una plaga de ratas grande, las ratas más débiles o las jóvenes pueden salir a la calzada para buscar alimento, por ejemplo, el que ponen determinados vecinos incívicos para los gatos o las palomas cerca de los contenedores de residuos o bajo los automóviles, y ser atropelladas.

Los microorganismos van impactando según su momento de inercia y la recogida puede hacerse sobre una única superficie de agar en una placa de Petri o placa Rodac, o dividiendo a los agentes por tamaño o en superficies sucesivas (impactación en cascada)

Etiquetado

Entre el momento del muestreo y la identificación de la muestra, el transporte será rápido, seguro y viable para los ejemplares. Lo más idóneo es transportarlas en una nevera portátil en la que se conservarán refrigeradas a baja temperatura. Si no se van a identificar en el mismo día se mantendrán en frigorífico a entre 4 y 7°C.

Identificación

Alfiler entomológico: alfileres específicamente fabricados para usos entomológicos. Están bañados de una laca negra y su longitud es constante (38 mm). Su grosor está estandarizado, oscilando entre el 000, los más finos, y hasta el 7, los más gruesos.

Los microorganismos son recogidos sobre una placa de Petri con medio de cultivo o una placa Rodac, que se situarán alejadas de corrientes fuertes de aire (de otro modo las partículas no caerían).

La ventana permite añadir contenido más amplio. Puedes enriquecer tu genially incorporando PDFs, vídeos, texto… El contenido de la ventana aparecerá al hacer clic en el elemento interactivo.

Ni mochilas, bolsas, que pudieran servir de transporte a los insectos. El material de inspección estándar (linterna, herramientas, lupa, máquina fotográfica, etc.) podría resultar infestado y ser causa posteriormente de contaminación a distancia (otras habitaciones, vehículos, etc.).

• Para recuento de microorganismos aerobios se establecen varios niveles de riesgo, especificados en la tabla a continuación.

Posteriormente a la realización de los trabajos, nos permitirán mantener un seguimiento, dándonos a conocer la efectividad de las tareas que se han efectuado. Las trampas atraen la fauna mediante distintos procedimientos: luz, colores, cebos naturales de alimento o químicos.

Daños (mordeduras, picaduras, orificios, galerías....)

• Otro de los signos de una plaga de roedores son las marcas que producen las roeduras de ratones y ratas con sus dientes en mobiliario, envases, alimentos, cables, textiles, etc. Y también escuchar las carreras, mordisqueos y arañazos.
• Las galerías excavadas en el suelo, nos pueden orientar hacia un determinado tipo de roedor.
• Los orificios en los muebles son indicativos de la infestación por carcomas
• También en la investigación de la plaga hay que buscar si hay personas que han sufrido picaduras. La localización de las mismas, si son múltiples y dolorosas, si el centro es blanco, junto con otros signos, como el lugar en el que se han producido y el estado del entorno, nos permite hacer suposiciones de la plaga que se trata y que hay que confirmar con otras evidencias, por ejemplo: pulgas, chinches, mosquito tigre, piojos, etc.

• La lámpara de luz ultravioleta o blanca que se dispone sobre un recipiente de agua, los insectos atraídos por la luz caen al fondo de la trampa.
• Trampas con tubos de luz ultravioleta en un soporte y detrás o debajo de las lámparas se dispone una trampa adhesiva que retiene a los insectos.
• Trampa CDC (Communicable Diseases Center de EEUU) formada por un cilindro transparente que contiene un ventilador que aspira los insectos voladores por la parte superior, sobre el que se coloca una bombilla incandescente o UV. El sistema funciona con un circuito eléctrico a pilas, cubierto todo por un techo protector de la lluvia. En la parte inferior se acopla una bolsa entomológica con armazón, también se puede acoplar un recipiente colector para muestras líquidas.

ver

Para aquellas especies que pasan la mayor parte de su tiempo volando y son cazados al vuelo o durante los breves períodos de descanso sobre la vegetación

• En todos los casos y, especialmente, en el supuesto de evidencia de infestación, el EPI debe ser retirado siempre antes de salir de la habitación,

pues el sistema de aire acondicionado puede facilitar la propagación de insectos entre las habitaciones intercomunicadas por las conducciones del mismo.

Después de la captura los ejemplares se introducen en tubos apropiados, mediante la ayuda de pinzas, pinceles o un aspirador bucal o "pooter".

Se suele detectar

un olor especial que la presencia de roedores, sobre todo los ratones, produce en locales altamente infestados.

A ello contribuye la orina de estos organismos. Se puede observar la aparición de manchas de orina en los dobles techos, que son apreciables con luz ultravioleta Otras manchas que nos sirven en el diagnóstico son las manchas producidas por los roces de los cuerpos sucios en paredes.

así como sentarse sobre ese mobiliario de riesgo especial.

Mediante restos orgánicos corporales

eliminados por los organismos vivos al renovar sus tejidos, podemos diagnosticar algunas plagas. Por ejemplo:

• Las plumas sueltas o acumuladas alrededor de los nidos, nos permiten identificar a las diferentes aves.
• Los pelos en productos almacenados (harinas, granos, cartonajes, etc.) y los restos de pelaje en los lugares donde se alimentan o en las sendas, nos van a permitir identificar a los roedores. También son identificativos de la presencia de felinos, en su caso.
• Los restos de las ootecas, son indicativo de cucarachas, lo mismo que los huevos de chinche o las liendres en el caso de los piojos.
• Las exuvias abandonadas tras la muda puede ser muy útil para identificar la especie o incluso el sexo de los artrópodos.

Las mariposas, especialmente delicadas, se matarán en cámara letal por separado, una vez muertas se guardarán en triángulos de papel para su transporte.

por ejemplo, captura de larvas de mosquito

• Lupa, de al menos 10 aumentos o microscopio de campo. Para observar heces, huevos, especímenes, etc. • Frascos, tubos y bolsas de muestras. Para guardar ejemplares de la plaga capturados y sus huevos, o las heces.

Más instrumentación...

los materiales y ejemplares grandes son retenidos, las partículas y organismos pequeños pasan por la criba y se pueden colectar mejor.

En caso que la muestra fuera líquida se utiliza un material absorbente entre ambos recipientes de contención.

En el caso de los artrópodos, se registra el número de individuos presentes en la unidad de muestreo, los resultados del muestreo se expresan en número de artrópodos por metro cuadrado, por metro lineal, por planta, por hoja, por trampa, etc. En el caso de roedores el muestreo directo se realiza mediante métodos cuantitativos con sistemas de captura y posterior recuento.

Tetracloruro de carbono: líquido incoloro, inflamable e insoluble en agua, a partir del cual se obtiene el cloroformo. Su fórmula es CCI4. Se utiliza como anestésico en las capturas entomológicas. Acetato de etilo: sal etílica del ácido acético, de evaporación rápida, que se emplea como anestésico en entomología. Para ello se vierten unas gotas en un recipiente cerrado que contenga una sustancia porosa como la viruta de corcho.

Los roedores se muestrean de forma indirecta con métodos de recuento de huellas y medida del consumo de cereal u otro alimento, preferentemente en bloques, para identificar la mordedura de la especie en cuestión, y se evalúa la diferencia de peso entre lo consumido y la cantidad inicial, durante varios días

Los puntos de control se distribuirán de forma uniforme en el área que vamos a inspeccionar. En dichos puntos se colocará la misma cantidad de cebo, con el mismo tipo de alimento atrayente.

Para identificar la plaga

hay que observar la presencia de señales y restos de los organismos nocivos, recogiendo una muestra de los mismos, así como capturar, si fuera necesario, individuos de la especie plaga y proceder a su determinación.

El filtro más utilizado es la membrana de policarbonato, ya que permite una fácil obtención de las partículas mediante líquidos adecuados para su posterior análisis.

El conocimiento del tamaño de la plaga nos permite planificar si es o no necesaria la intervención y seleccionar el método de control. Los métodos de evaluación pueden ser:

• Cualitativos: basados en consideraciones subjetivas que ponderan la densidad de la plaga.
• Cuantitativos: se obtiene un valor numérico de la población mediante un cálculo sencillo.
• Aproximativos: se evalúa la densidad de la población a partir de datos indirectos.

La observación de roedores es difícil, solo se observarán individuos vivos si la población es muy grande y salen a alimentarse en horas diurnas, los de menor estatus social. Se puede hacer un censo de organismos grandes como el que se realiza mediante el recuento de los integrantes de las colonias de gatos en determinadas zonas de un municipio.

Este método implica una serie de supuestos:

• La probabilidad de captura es la misma para todos los individuos de la población.
• Los individuos marcados se redistribuyen en la población de forma homogénea con los individuos no capturados ni marcados.
• Se mantiene la proporción entre individuos marcados y no marcados entre el primer y segundo muestreo.
• Las marcas no se eliminan ni pierden.
• La población es cerrada, no aumenta la población por emigración o la integración de individuos de otras colonias.

Donde: N: Tamaño total de la población. A: Número de individuos marcados en la primera captura. B: Número de individuos capturados en la segunda captura. C: Número de individuos marcados en la segunda captura.

• Se colocan bandejas o superficies con talco o harina en áreas donde se sospecha actividad de roedores.

• Los roedores, al pasar, dejan sus huellas, que pueden identificarse según la especie.

• Esto es útil para determinar rutas de movimiento y puntos de entrada.