t2 hematología

Estudio morfológico de células sanguíneas en sangre periférica y médula ósea. Extensiones y técnicas hematológicas

T2

Celia Pos

1. Extensiones sanguíneas

A) Conocimientos básicos sobre la técnica

• Técnica que consiste extender una capa fina de sangre sobre un portaobjetos para realizar un análisis morfológico de sus células

• Permite hacer un estudio de nº y morfología de los diferentes tipos celulares

• Se necesita ayuda de:
• Microscopio
• Tinciones

B) Vías de extracción

• Venopunción
• Con anticoagulante EDTA (Preserva mejor la morfología)
• Recubierto de silicona para evitar la hemólisis
• Sangre capilar con lanceta

1. Extensiones sanguíneas

C) Técnica de portaobjetos en cuña Pasos a seguir:

• Depositar una gota de sangre de aproximadamente 3mm de diámetro (10-15 microlitros) en el portaobjetos soporte, cerca de uno de los extremos

• Colocar el portaobjetos extensor sobre el soporte, por delante de la gota de sangre, formando cuña en un ángulo de 45 grados

• Deslizar el portaobjetos extensor un poco hacia atrás para que su borde entre en contacto con la gota de sangre. La sangre se distribuye por capilaridad a lo largo del extremo del portaobjetos extensor.

• Deslizar el portaobjetos extensor sobre toda la longitud del portaobjetos soporte en un movimiento rápido, suave y continuo, manteniendo el ángulo y una presión homogénea.

• Se necesitan dos portaobjetos de vidrio (7,5 x 2,5 cm)
• Uno se utilizará como soporte y el otro como extensor

1. Extensiones sanguíneas

C) Técnica de portaobjetos en cuña

1. Extensiones sanguíneas

D) Características y zonas de extensión

• Extensión correcta:
• Forma de dedo
• Lisa
• Sin zonas sin cubrir
• Sin rayas (estrías) diferente presión
• Bordes laterales visibles
• Muestra separada a 1mm de los bordes del portaobjetos
• Con una disminución progresiva y continua de su grosor

• Se distinguen tres zonas:
• Cabeza
• Cuerpo
• Cola

1. Extensiones sanguíneas

D) Características y zonas de extensión

• Cabeza:
• Zona inicial, más gruesa
• Los eritrocitos pueden estar formando

más de una capa

• Hay más proporción de linfocitos
• Cuerpo:
• Zona media del frotis
• Los eritrocitos se disponen formando una sola capa
• Los leucocitos mantienen una proporción equilibrada

• El final de esta zona es ideal para el estudio morfológico de las células
• Cola:
• Zona final, más fina
• Los eritrocitos se disponen de forma acordonada, dejando huecos entre ellos
• Hay una mayor proporción de leucocitos grandes (granulocitos y monocitos) y plaquetas grandes.
• La cola termina en forma redondeada con borde deshilachado (barbas).

E) Factores que influyen en la calidad de la extensión

• Portaobjetos:
• Deben estar limpios y desengrasados
• Las extensiones realizadas con portaobjetos sucios con polvo y partículas se caracterizan por presentar rayas así como colas irregulares

• Volumen de sangre utilizado:
• Volumen excesivo:
• Extensiones muy gruesas
• Sin cola (ocupa todo el portaobjetos)
• Volúmenes muy pequeños:
• Extensiones muy cortas
• Zonas difíciles de diferenciar

• Coagulación de la sangre:
• Mejores extensiones con sangre con EDTA

Sucio

Con grasa

Exceso de volumen

Pequeño volumen

Sin anticoagulante

E) Factores que influyen en la calidad de la extensión

• Ejecución de la técnica:
• Distribución de la sangre por el canto del portaobjetos extensor:
• Antes de iniciar el deslizamiento hay que permitir que la sangre se extienda por todo el ancho del portaobjetos extensor
• Se obtienen extensiones muy estrechas
• Ángulo:
• Ángulos demasiado amplios: extensiones cortas y gruesas
• Ángulos pequeños: extensiones largas y excesivamente finas

Mala distribución en el canto

Ángulo amplio

Ángulo pequeño

E) Factores que influyen en la calidad de la extensión

• Velocidad de deslizamiento

El portaobjetos extensor se debe deslizar sobre el soporte a una velocidad constante.

• Demasiada velocidad:
• No se distribuye por todo el portaobjetos
• Velocidad alterna:
• Se alternan zonas gruesas y finas con aspecto de persiana

• Presión ejercida durante el deslizamiento
• Se debe mantener una presión homogénea y uniforme sobre todo su ancho
• Cuando se presiona más un lado del portaobjetos que el otro, se obtienen extensiones con bordes de distinta longitud y distribución anómala de las células

Demasiada velocidad

Velocidad alterna

Mayor presión en un lado

1. Extensiones sanguíneas

F) Excepciones Para muestras sospechosas de parásitos sanguíneos (ej: malaria) se recomienda hacer también la extensión de gota gruesa

• Se colocan 3 gotas pequeñas próximas sobre un portaobjetos
• Con el borde de otro portaobjetos se mezclan las tres gotas con movimientos circulares (30 segundos)
• Se tiñe con Giemsa diluído en agua (30 minutos)
• Al no fijar la preparación los eritrocitos se lisan permitiendo ver más parásitos por campo

En ocasiones podremos ver los dos tipos de extensiones en el mismo porta

1. Extensiones sanguíneas

F) Excepciones Para muestras sospechosas de parásitos sanguíneos (ej: malaria) se recomienda hacer también la extensión de gota gruesa

1. Extensiones sanguíneas

G) Precauciones en la recogida y procesamiento de la muestra Anticoagulante en exceso

• Los tubos tienen un nivel de llenado marcado
• Por debajo de lo normal:
• Glóbulos encogidos y con cambios degenerativos (espiculación o crenación)
• Recuento de plaquetas falsamente elevado

Mezcla inadecuada de sangre y anticoagulante

• Para evitarlo hay que voltear el tubo

Efectos del almacenamiento

• Entre las 3 y las 12-18horas hay cambios morfológicos:
• Crenación de eritrocitos y núcleos lobulados en leucocitos

2. Tinciones hematológicas para extensiones

a) Generalidades Se realizan para colorear las diversas estructuras de las células sanguíneas para:

• Aumentar el contraste entre ellas
• Facilitar la identificación de los diferentes tipos celulares al microscopio

Las tinciones hematológicas especiales permiten detectar:

• Actividades enzimáticas
• Principios inmediatos (moléculas formadas por bioelementos)
• Elementos inorgánicos
• Moléculas específicas

Nos permiten diagnosticar y llevar un seguimiento de las hemopatías

2. Tinciones hematológicas para extensiones

b) Tinciones convencionales policromas. Características comunes

• Utilizan combinaciones de colorantes con distintas afinidades
• Se aplican sobre células muertas
• Es necesario fijar previamente:
• Evita alteraciones estructurales
• No conserva la morfología celular tan intacta como en la tinción en fresco

• NUNCA fijaremos con fuego

2. Tinciones hematológicas para extensiones

b) Tinciones convencionales policromas

• Las más utilizadas son modificaciones de la tinción de Romanowsky:
• Contienen colorantes:

Azul de metileno:

• Colorante básico (catiónico)
• Conocido como colorante tipo "azur"
• Afinidad por los componentes celulares ácidos (ácidos nucleicos)
• Resalta la estructura nuclear

Eosina:

• Colorante ácido

• Tiñe de rosa anaranjado el citoplasma y otras estructuras que rodean y sostienen la célula
• Tiñe componentes básicos como la hemoglobina y los gránulos de los eosinófilos

Giemsa May Grünwald-Giemsa Wright Panóptico rápido

2. Tinciones hematológicas para extensiones

b.2. May GrÜnwald

• Solución de eosina y azul de metileno en metanol, que actúa como fijador

b.3. Giemsa

• Es una mezcla de eosina y derivados de azul de metileno, como el azur I y el azur II.

b.1. Tinción de May GrÜnwald-Giemsa

• De las más utilizadas en hematología
• Se basa en la combinación de dos colorantes, que en solución acuosa se combinan con los distintos componentes celulares, según afinidades, generando sales insolubles con distintas coloraciones.

Los componentes celulares neutros, como los gránulos de los neutrófilos, reaccionan con ambos tipos de colorantes en distintas proporciones, generando diferentes matices tintoriales

2. Tinciones hematológicas para extensiones

b.4. Panóptico rápido

• Es muy utilizado en laboratorio de urgencia

Procedimiento:

• 3 cubetas de Wertheim con los tres reactivos y sumergir:

1. Solución fijadora
2. Colorante ácido
3. Colorante básico

• Cada inmersión debe durar sólo 5-10 segundos, no es necesario lavados intermedios entre una y otra, basta con escurrir el exceso de cada reactivo sobre papel de filtro.
• Al finalizar las 3 inmersiones se lavará con agua destilada y se dejará secar al aire

b.5. Tinción de Wright

• En este caso se usa solo un colorante: mezcla de eosina (ácido) con azul de metileno (básico) y derivados de este en metanol.

2. Tinciones hematológicas para extensiones

b) Tinciones convencionales policromas Las estructuras celulares con esta tinción se tiñen de la siguiente forma:

• Eritrocitos: rosa-salmón
• Núcleos de las células: azul oscuro-violeta.
• Gránulos citoplasmáticos de los neutrófilos: azul claro-lila.
• Gránulos citoplasmáticos de los basófilos: azul oscuro-negro.
• Gránulos citoplasmáticos de los eosinófilos: rojo-anaranjado.

2. Tinciones hematológicas para extensiones

2. Tinciones hematológicas para extensiones

2. Tinciones hematológicas para extensiones

c) Tinciones supravitales

• Para la observación de células vivas
• NO requieren una fijación previa (sino morirían)

En este tipo de tinciones, primero se realiza la tinción mezclando el colorante con la sangre y después se realiza la extensión

• Los colorantes supravitales más usados son:
• Rojo neutro:
• Para orgánulos citoplasmáticos
• Verde jano:
• Para mitocondrias y otros orgánulos celulares
• Azul de metileno:
• Para teñir los núcleos

2. Tinciones hematológicas para extensiones

d) Tinciones reticulocitos

• Procedimiento:
• Introducir en un tubo de hemólisis 3 gotas

de sangre periférica anticoagulada con EDTA

• Añadir 3 gotas de azul cresil brillante
• Incubar 5 minutos en baño María a 37ºC
• Homogeneizar suavemente la mezcla
• Depositar una gota sobre un portaobjetos
• Realizar una extensión
• Secar al aire

Con esta tinción los hematíes se tiñen de color verde pálido y los reticulocitos se diferencian porque en su interior se observan estructuras granulofilamentosa de color azul

• Los reticulocitos son hematíes inmaduros que aún conservan algunos orgánulos celulares (ribosomas, mitocondrias) y restos de ARN
• Se utiliza azul cresil brillante

2. Tinciones hematológicas para extensiones

e) Tinciones especiales Fosfatasa alcalina granulocítica (FAG)

• Detecta la actividad enzimática en los gránulos de los neutrófilos dando la hidrólisis de ciertos sustratos, de los cuales se liberan unos productos intermedios que combinados con una sal diazoica dan un precipitado pardo negruzco

• Se utiliza en el estudio de los síndromes mieloproliferativos:
• Para corroborar el diagnóstico de leucemia mieloide crónica
• Tendrá una índice de FAG muy bajo o nulo

2. Tinciones hematológicas para extensiones

d) Tinciones especiales Fosfatasa alcalina granulocítica (FAG)

• Se pueden distinguir tres tipos de reacción:
• grado 0: sin actividad enzimática
• grado I: Algo de actividad enzimática, especialmente en la zona perinuclear
• grado II: con cierta actividad enzimática en forma granular única o actividad débil difusa en una parte del citoplasma
• grado III: intensa actividad granular o actividad difusa distribuida por todo el citoplasma granulocítico

Se evalúan 100 neutrófilos y se les asigna un valor entre 0 y 4 dependiendo de la intensidad del precipitado calculando así el índice FAG (índice de actividad de fosfatasa alcalina) que tiene un valor normal entre 20 y 100

3. Examen microscópico de extensiones de sanger periférica

a) Examen microscópico Examen a 10x:

• Calidad general del frotis.
• Distribución adecuada de los leucocitos a lo largo del frotis
• Presencia de células grandes anormales, inmaduras...
• Presencia aglutinaciones de leucocitos y apilamiento de eritrocitos
• Presencia de parásitos

Examen a 40x:

• Se localiza una zona del frotis con distribución uniforme de las células
• Se hace una estimación del recuento de leucocitos/mm3:
• Se cuentan los leucocitos presentes en 10 campos de 40x de la zona seleccionada
• Se calcula la media y se multiplica por 2000

3. Examen microscópico de extensiones de sanger periférica

Examen a 100x:

• Con el objetivo de inmersión observando la misma zona del cuerpo del frotis seleccionada con el objetivo de 40x
• Se sigue un patrón de líneas paralelas de borde a borde y de izquierda a derecha
• Si el área elegida es correcta, en cada campo se observaran alrededor de 200-250 hematíes.

a) Examen microscópico

3. Examen microscópico de extensiones de sanger periférica

b) Evaluación de leucocitos

Recuento diferencial de leucocitos o fórmula leucocitaria:

• Recuento de 100 leucocitos para expresar porcentualmente la proporción de los distintos tipos de leucocitos presentes en la extensión.
• Análisis morfológico de los leucocitos: para detectar alteraciones.

3. Examen microscópico de extensiones de sanger periférica

c) Evaluación de eritrocitos y plaquetas

Evaluación de eritrocitos:

• Detección y recuento de eritroblastos: el resultado se expresa como número de eritroblastos por cada 100 leucocitos
• Análisis morfológico de los eritrocitos: para detectar posibles inclusiones o formas anómalas

Evaluación de plaquetas:

• Recuento de plaquetas/mm3: se cuentan las plaquetas presentes en 10 campos, se calcula el la media por campo y se multiplica por 20.000.
• Detección de agregados plaquetarios: fundamental para distinguir auténticas trombopenias de las denominadas pseudotrombopenias

4. Extensión en médula ósea

a) Toma de muestra

• En el interior de los huesos:
• Puede ser de dos clases: roja y amarilla

• Es en la médula ósea roja donde se produce la hematopoyesis:
• Se encuentra en el extremo de los huesos largos (epífisis) como el fémur o el húmero... y en los huesos planos, como las costillas, esternón, cráneo...

4. Extensión en médula ósea

Una extensión de médula ósea consiste en una capa fina de un aspirado de médula ósea dispuesta sobre un portaobjetos para realizar un análisis morfológico de sus células con ayuda de un microscopio y tinciones

• Se obtiene mediante punción y aspiración de la médula
• Se suele aspirar de cresta iliaca postero-superior, cresta iliaca anterior y del esternón.
• En niños se puede realizar en la tibia ya que en estos la hematoyesis está conservada en algunos huesos largos

a) Toma de muestra

• La médula ósea es tejido adiposo esponjoso, con parte líquida y parte sólida.
• Podemos tomar dos tipos de muestra:
• Aspiración: extrae una muestra de la parte líquida

• Biopsia: extrae una muestra pequeña y sólida de la médula ósea

4. Extensión en médula ósea

a) Toma de muestra

• Aspirado de médula ósea: Procedimiento

• Se accede al hueso con un trocar o aguja diseñada para ello y aspirar con una jeringa el contenido medular.
• Para un estudio citológico convencional basta con 0,5ml de aspirado, aunque si se requieren más técnicas se extraen hasta 5ml.

4. Extensión en médula ósea

a) Toma de muestra

• Aspirado de médula ósea: Procedimiento

• Componentes del aspirado:

• Grumo medular: es el material propio de la médula ósea, que contiene células, grasa y matriz extracelular en proporción variable según la edad del paciente
• Sangre medular: procedente de los senos venosos de la médula ósea (sangre sinusal)

Cuando en la punción no se obtiene ni sangre ni grumo, se llama punción blanca o seca

• Procesado:

• Inmediatamente sobre un porta
• Con EDTA para realizar estudio complementarios

4. Extensión en médula ósea

b) Técnica para la extensión Técnica por aplastamiento

• Colocar un pequeño volumen de aspirado medular que contenga grumo en un portaobjetos limpio
• Apoyar suavemente otro portaobjetos limpio sobre el anterior, de manera que el grumo se aplaste ligeramente
• Los portaobjetos se colocan de manera que queden libres los extremos opuestos de ambos
• Sujetar los extremos libres de los portaobjetos, cada uno con una mano, y deslizar uno sobre otro, de manera que el material aplastado se extienda sobre el portaobjetos en forma ovoide
• Dejar secar al aire

4. Extensión en médula ósea

c) Tinciones para médula c.1.Tinciones convencionales

• Las mismas tinciones policromas usadas en sangre periférica
• Los procedimientos son también similares excepto:
• Tiempos de inmersión con los colorantes más largos (las extensiones medulares tienen un mayor grosor)

• El tejido graso y la matriz extracelular presentes en el grumo se tiñen de color azul oscura o púrpura
• El resto de células se tiñen igual que en los frotis de sangre periférica

c) Tinciones para médula c.2.Tinciones especiales. CITOQUÍMICAS Tinciones citoquímicas: Se basan en reacciones químicas que ocurrirán en determinados componentes celulares dando productos coloreados 1-TINCIÓN DE PERLS (AZUL DE PRUSIA) El hierro que se libera de la degradación de la hemoglobina, si no se usa inmediatamente para una nueva síntesis, se almacena en los macrófagos de la médula ósea en forma de hemosiderina o ferritina El Fe que se encuentra depositado en el interior de las células en forma de agregados o gránulos insolubles en agua es detectable citoquímicamente mediante la reacción de Perls (Azul turquesa)

c) Tinciones para médula c.2.Tinciones especiales. CITOQUÍMICAS 1-TINCIÓN DE PERLS (AZUL DE PRUSIA) Los gránulos se observan en el interior de:

• Eritroblastos (sideroblastos)

• Algunos eritrocitos (siderocitos)
• Macrófagos medulares

• Se utiliza para valorar el hierro macrofágico en el estudio de algunas anemias como las ferropénicas o la anemia sideroblástica
• Es un análsis cualitativo

c) Tinciones para médula c.2.Tinciones especiales. CITOQUÍMICAS 2-TINCIÓN DE PAS (ácido periódico-Schiff)

• Se basa en la rotura por la acción del ácido peryódico de los enlaces -C-C- presentes en los carbohidratos
• Hace que se liberen grupos aldehído que al combinarse con el reactivo de Schiff dan un compuesto de color rojo púrpura intenso
• Identifica al glucógeno en el citoplasma celular

c) Tinciones para médula c.2.Tinciones especiales. CITOQUÍMICAS 2-TINCIÓN DE PAS (ácido periódico-Schiff)

• Como colorante de contraste se utiliza la hematoxilina.
• El resultado se observa:
• Mucopolisacáridos: rojo púrpura intenso.
• Glucógeno y mucoproteínas: neutras.
• Glicoproteínas: rosa pálido.

Ha perdido utilidad en el diagnóstico hematológico después de la aparición de mejores marcadores pero sigue teniendo interés en la diferenciación de diferentes tipos de leucemias

c) Tinciones para médula c.2.Tinciones especiales. CITOQUÍMICAS 3-MIELOPEROXIDASA (MPO) Enzima sintetizada en el retículo endoplasmático rugoso de las células mieloides, de donde pasa a las cisternas del aparato de Golgi quedando localizada fundamentalmente en la granulación azurófila (componentes celulares ácidos) Se localiza en:

• Gránulos primarios de neutrófilos
• Gránulos de eosinófilos y monocitos

c) Tinciones para médula c.2.Tinciones especiales. CITOQUÍMICAS 3-MIELOPEROXIDASA (MPO) La actividad peroxidasa hidroliza el peróxido de hidrógeno, liberando oxigeno, que oxida productos del metabolismo celular originando complejos insolubles de color pardo. Se observa: Gránulos de neutrófilos, eosinófilos y monocitos :Marrón Se utiliza para discriminar entre celularidad blástica mieloide (MPO positiva) y linfoide (MPO negativa).

c) Tinciones para médula c.2.Tinciones especiales. CITOQUÍMICAS

4-ESTERASAS

• Son un grupo de enzimas lisosomales presentes en cantidades variables en muchas células sanguíneas
• Hidrolizan ésteres orgánicos liberando alcohol, éste se acopla a una sal diazoica para formar un azocolorante que se deposita sobre el sitio de actividad enzimática

• Existen diferentes variedades según el sustrato que hidrolicen
• Cuando se usa la sal pararrosa-anilina, en el citoplasma de las células positivas se observa un precipitado rojo/anaranjado-pardo

4-ESTERASAS

• La más importante en hematología son:

• La naftol AS-D cloroacetato esterasa (NASDA o CAE)
• la 𝛼-naftil butirato esterasa (ANBE)
• la 𝛼-naftil acetato esterasa (ANAE)

c) Tinciones para médula c.2.Tinciones especiales. CITOQUÍMICAS

• Su utilidad diagnóstica se centra en el reconocimiento de células blásticas mieloides
• Su aparición es más tardía que la de la mieloperoxidasa, aunque iguala a ésta en especificidad.

c) Tinciones para médula c.2.Tinciones especiales. CITOQUÍMICAS 5-FOSFATASA ÁCIDA

• Es una enzima hidrolítica perteneciente al grupo de las fosfomonoesterasas, que actúa sobre los ésteres del ácido fosfórico
• Su pH óptimo de actuación oscila entre 4,7 y 5,5 (ácido)
• Se trata de una enzima de ubicación lisosómica

Su fundamento se basa en la hidrólisis del sustrato naftol-AS-Bi-fosfato, liberándose unos productos intermedios que al combinarse con una sal diazoica (pararrosa-anilina) dan un precipitado de color rojo anaranjado en el citoplasma

• Útil en la identificación de la leucemia de células vellosas (Tricoleucemia)
• Síndrome linfoproliferativo crónico de células B

c) Tinciones para médula c.3. Tinciones especiales. INMUNOCITOQUÍMICAS

• Se basan en la utilización de anticuerpos específicos

para detectar moléculas (marcadores) que caracterizan poblaciones celulares concretas.

• Los anticuerpos tienen una gran especificidad y una alta

afinidad para reconocer moléculas antigénicas y unirse a ellas

• Para que los complejos antígeno-anticuerpo sean

visibles se usan marcadores que pueden ser:

• Fluorocromos:
• Emiten luz.
• Sustancias fluorescentes que pueden visualizarse con microscopio de fluorescencia.
• Enzimas:
• Se utilizan sustratos solubles que por la actividad enzimática se transforma en productos insolubles coloreados.
• Las más habituales son la peroxidasa y la fosfatasa alcalina.

c) Tinciones para médula c.3. Tinciones especiales. INMUNOCITOQUÍMICAS

• Se usan para identificar y clasificar células neoplásicas, ya que cada tipo celular tiene un patrón de marcadores moleculares de membrana característico.

4. Extensión en médula ósea

d) Indicaciones del examen microscópico Evaluación leucopoyesis

• Morfología
• Estado de los elemento mieloides
• Estado de los elementos linfoides
• Tipos de maduración
• Predominio de alguna serie o tipo celular
• Presencia de formas anormales

Evaluación Eritropoyesis

• Proporción relativa de los distintos elementos de la serie roja
• Formas de maduración
• Presencia de elementos anormales

4. Extensión en médula ósea

d) Indicaciones del examen microscópico

Evaluación Sistema retículo-endotelial (fagocítico mononuclear) Células derivadas de monocitos con capacidad fagocítica (osteoclasto, célula de Langerhans, célula de Kupffer y macrófagos) Se evalúa:

• Morfología
• Elementos anormales: se valora la presencia de las células neoplásicas metastásicas.

Evaluación Trombopoyesis

• Número de megacariocitos
• Estado funcional de megacariocitos
• Morfología de las plaquetas

4. Extensión en médula ósea

e) Análisis microscópico

Examen a bajo aumento (10x y 40x)

• La distribución del material no tiene por qué ser homogénea
• Permite comprobar la calidad de la extensión y seleccionar las mejores zonas

Se valoran los siguientes parámetros: 1. Estado general

• Normalmente la médula ósea visible es muy escasa, solo se visualizan gránulos gris amarillentos, dispersos, mezclados con sangre rica en grasa (aspecto brillante)
• A simple vista podemos valorar:
• Médula hiperplásica:

• Hiperplasia de la eritropoyesis
• Hiperplasia mieloide
• Hiperplasia megacariocitos

4. Extensión en médula ósea

e) Análisis microscópico

Examen a bajo aumento (10x y 40x) 2. Presencia de grumo

• La inexistencia de grumo implica que la extensión NO es válida
• Cuando la punción es infructuosa a pesar de varios intentos y de una técnica correcta se considera “punción seca” y sugiere médula hipocelular, compacta o fibrosis medular

3. Celularidad global Se valora con una puntuación entre 1 y 4 (Valor normal 3)

• Depende de la edad del paciente:
• En el primer año de vida la celularidad es cercana al 100% (no hay adipocitos en la médula ósea)
• Durante la primera década es del 79%
• Va disminuyendo hasta los 40 años hasta el 50% y se mantiene así hasta los 70 años
• En la octava década se reduce a un 15-20%.

e) Análisis microscópico

Examen a bajo aumento (10x y 40x)4. Relación mieloeritroide

• Proporción normal 3 a 1

5. Cantidad de grasa

• Se observan vacuolas sin teñir.

6. Alteraciones estromales Fibrosis o necrosis 7. Presencia de elementos celulares extramedulares

• Sobre todo células metastáticas

8. Presencia de parásitos

4. Extensión en médula ósea

e) Análisis microscópico

Examen a gran aumento 100x

• Una vez localizadas, se analizan las alteraciones
• Realizar el mielograma:
• Recuento diferencial de los elementos que componen la celularidad medular
• Se expresa porcentualmente cada tipo celular
• Debido a la gran variedad de células y su distribución irregular en la extensión, es preciso contar, como mínimo, 300 células para que los resultados sean precisos.

5. Artefactos

• Son aquellos componentes y cambios celulares provocados por factores ajenos a la muestra
• Aparecen durante el proceso de extracción y procesamieto de la muestra (manipulación)

• Precipitados de colorante pueden confundirse con bacterias o parásitos
• Si se enfoca con el micrométrico y las células se desenfocan es un artefacto (bacterias y parásitos estarían en el mismo plano que las células)
• Un secado inadecuado puede producir que el agua forme unas estructuras en forma de anillos refringentes o manchas sobre los glóbulos rojos que pueden confundirse con parásitos de malaria
• Motas de polvo, pelos... pueden parecer parásitos o células alteradas

6. Autoanalizadores

• En la actualidad existen teñidores automáticos
• Brazos robotizados que sumergen los cestillos con las preparacione en los colorantes

• Procesadores especiales:
• Inmunoteñido
• Adaptados para técnicas inmunocitoquímicas

• En los más modernos un software selecciona las muestras, realiza las extensiones mediante un extensor, las tiñe, escanea las preparaciones con un sistema de visualización microscópica y calcula la fórmula leucocitaria mediante un software experto de análisis de imagen