PRÁCTICA N° 7
EXAMEN PARASITOLÓGICO DE HECES
Blga. Nida Aurea APAYCO ESPINOZA
Empezar
COMPETENCIAS
Explicar las principales técnicas para la recolección y el examen parasitológico de heces.
Describir una serie de técnicas vigente para identificar e investigar la presencia de parásitos que causan infecciones en el hombre.
Aplicar normas básicas de bioseguridad en el laboratorio de parasitología.
- Cita siempre al autor/a
introduccIón
La correcta recolección de muestras es fundamental para un diagnóstico adecuado, para tal fin, deben considerarse los factores que contribuyen al diagnóstico presuntivo de las parasitosis, la preparación física y emocional del paciente para la toma de las muestras, los procedimientos requeridos para su obtención, transporte y preservación y, finalmente, su procesamiento e identificación del agente etiológico. (Departamento de Microbiología Parasitología e Inmunología, 2010).
El examen de heces se realiza con la finalidad de buscar enteroparásitos, las formas más frecuentes encontradas son huevos y larvas de helmintos, trofozoitos y quistes de protozoarios. Con las heces también pueden ser expulsados Áscaris adultos, fragmentos de cestodos y otros. La mayoría de los huevos de helmintos son identificables durante días, después de ser expulsadas con las heces, salvo las de uncinarias que se alteran pronto. Sin embargo, siempre que sea posible, debe examinarse el material en fresco. (Universidad María Auxiliadora, 2020)
Soy un subtítulo genial, ideal para dar más contexto sobre el tema que vas a tratar
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RECOLECCIÓN DE LAS MUESTRAS
- Frascos de boca ancha, limpio y seco Las muestras para diagnostico parasitológico deben recogerse antes de la ingestión de compuestos antidiarreicos, antibióticos, antiácidos y los preparados de bismuto y bario. Si el paciente se encuentra recibiendo cualquiera de los compuestos antes mencionados, deberá esperar por lo menos 10 días después de la última administración de compuestos referidos y de 3 a 4 semanas después de la suspensión de la toma de antibióticos.
Las muestras colectadas no deben estar mezcladas con agua, ni orina, tampoco deben recogerse del suelo ni de la cubeta del excusado.
En caso de que la muestra no pueda ser examinada de inmediato, debe mantenerse a temperatura ambiente o en el refrigerador a 4°C, no deben congelarse, porque destruye los quistes y trofozoitos de los protozoarios (Guevara, 2014).
Para enviar muestras a lugares distintos, es necesario añadir algún conservador, que permita mantener los huevos y/o quistes en condiciones óptimas de identificación
La cantidad de muestra fecal recolectada debe ser aproximadamente 20 gramos. El frasco debe ser rotulado con los siguientes datos: Apellidos y nombres Edad Sexo Hora de evacuación Fecha de evacuación
1. Colocar en un extremo de la lámina portaobjetos una gota de suero fisiológico y, con ayuda de un aplicador, agregar 1 a 2 mg de materia fecal, emulsionarla y cubrirla con una laminilla cubreobjeto. 2. Colocar en el otro extremo de la lámina portaobjetos, una gota de lugol, y proceder a la aplicación de la muestra fecal como el párrafo anterior. 3. Con el suero fisiológico, los trofozoitos y quistes de los protozoarios se observan en forma natural, y con lugol, las estructuras internas, núcleos y vacuolas. 4. En algunos casos, se recomienda el uso de colorantes vitales, debido a que no alteran la actividad del trofozoito. (verde brillante 0.2% y rojo neutro 0.01%) (INS, 2003)
PROCEDIMIENTO
Observar al microscopio a 10x o 40X. No es aconsejable usar objetivo de inmersión.
Recorrer la lamina en siguiendo un sentido direccional (derecha a izquierda o de arriba a abajo).
RESULTADO POSITIVO
1. El informe debe contener el nombre del paciente, los agentes observados y su estadio o forma evolutiva: quistes (q), ooquistes (o), trofozoítos (t), esporas (e), huevos (h) o larvas (l).
2 La intensidad parasitaria puede expresarse cualitativa o semicuantitativamente: 2.1. Cualitativamente: Escaso, regular o buena cantidad, según sea el grado de facilidad o dificultad para ubicarlos.
2.2 Semicuantitativamente: Contando las formas parasitarias:
Si se observan 1 ó 2 elementos en toda la lámina, escribir el nombre del agente y su estadio evolutivo
(+) Si se observan de 2 a 5 elementos por campo microscópico 10X ó 40X.
(++) Si se observan de 6 a 10 elementos por campo microscópico 10X ó 40X.
(+++) Si se observan >10 elementos por campo microscópico 10X ó 40X.
RESULTADO NEGATIVO
Informar que no se observaron quistes, trofozoítos, ni huevos de parásitos. (INS, 2003).
MÉTODO DE SEDIMENTACIÓN ESPONTÁNEA DE TELLO
Mayor sensibilidad para la detección de helmintos y protozoarios (Terashima, 2009) por su tamaño y mayor gravedad sedimentan rápidamente cuando se suspende en agua potable o agua destilada (Guevara, 2003).
- Cita siempre al autor/a
PROCEDIMIENTO
+ info
Y usa este espacio para describirla. Es esencial para que una presentación tnga mayor impacto visual.
Se logró observar quiste de: Entamoeba coli Entamoeba histolitica Giardia lamblia Iodamoeba butschlii
resultados
Fasciola hepatica
Ascaris lumbricoides
Trichuris trichiura
Hymenolepis nana
+ info
+ info
+ info
+ info
vídeo
Resultados de la práctica
Informar la presencia de huevos o larvas de parásitos tomando en cuenta las siguientes características:
- Nombre científico
- Estadio
- Tamaño
- Forma
- Color
REFERENCIAS • Departamento de Microbiología Parasitología e Inmunología. (2010). Guía de Trabajos Prácticos - Parasitología. FACULTAD DE MEDICINA UNIVERSIDAD DE BUENOS AIRES. https://xdoc.mx/documents/guia-de-tp-parasitologia-facultad-de-medicina-5f208a8e5d3ee • Guevara Montero, R., & Navarro Torres, M. (2014). Manual de Prácticas de Laboratorio de Parasitología. Universidad Nacional de San Cristóbal de Huamanga.
• Instituto Nacional de Salud. (1999). Manual Procedimientos de Laboratorio.
• ORGANIZACIÓN PANAMERICANA DE LA SALUD. (1983). MANUAL DE TÉCNICAS BÁSICAS PARA UN LABORATORIO DE SALUD (ORGANIZACI).
. INS. Manual de procedimientos de laboratorio para el diagnóstico de los parásitos intestinales del hombre. 2003. Serie de normas técnicas N° 37.
Terashima Angélica, Marcos Luis, Maco Vicente, Canales Marco, Samalvides Frine, Tello Raúl. Técnica de sedimentación en tubo de alta sensibilidad para el diagnóstico de parásitos intestinales. Rev. gastroenterol. Perú [Internet]. 2009 Oct [citado 2020 Ago 27] ; 29( 4 ): 305-310. Disponible en: http://www.scielo.org.pe/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S1022-51292009000400002&lng=es • Universidad María Auxiliadora. (2020). Parasitología. https://www.studocu.com/pe/document/universidad-maria-auxiliadora/parasitologia/tecnicas-de-coloracion/9530121
Examen parasitológico de heces
nilda.apayco
Created on January 7, 2023
Examen directo y sedimentación de Tello
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PRÁCTICA N° 7
EXAMEN PARASITOLÓGICO DE HECES
Blga. Nida Aurea APAYCO ESPINOZA
Empezar
COMPETENCIAS
Explicar las principales técnicas para la recolección y el examen parasitológico de heces. Describir una serie de técnicas vigente para identificar e investigar la presencia de parásitos que causan infecciones en el hombre. Aplicar normas básicas de bioseguridad en el laboratorio de parasitología.
- Cita siempre al autor/a
introduccIón
La correcta recolección de muestras es fundamental para un diagnóstico adecuado, para tal fin, deben considerarse los factores que contribuyen al diagnóstico presuntivo de las parasitosis, la preparación física y emocional del paciente para la toma de las muestras, los procedimientos requeridos para su obtención, transporte y preservación y, finalmente, su procesamiento e identificación del agente etiológico. (Departamento de Microbiología Parasitología e Inmunología, 2010).
El examen de heces se realiza con la finalidad de buscar enteroparásitos, las formas más frecuentes encontradas son huevos y larvas de helmintos, trofozoitos y quistes de protozoarios. Con las heces también pueden ser expulsados Áscaris adultos, fragmentos de cestodos y otros. La mayoría de los huevos de helmintos son identificables durante días, después de ser expulsadas con las heces, salvo las de uncinarias que se alteran pronto. Sin embargo, siempre que sea posible, debe examinarse el material en fresco. (Universidad María Auxiliadora, 2020)
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RECOLECCIÓN DE LAS MUESTRAS
- Frascos de boca ancha, limpio y seco Las muestras para diagnostico parasitológico deben recogerse antes de la ingestión de compuestos antidiarreicos, antibióticos, antiácidos y los preparados de bismuto y bario. Si el paciente se encuentra recibiendo cualquiera de los compuestos antes mencionados, deberá esperar por lo menos 10 días después de la última administración de compuestos referidos y de 3 a 4 semanas después de la suspensión de la toma de antibióticos. Las muestras colectadas no deben estar mezcladas con agua, ni orina, tampoco deben recogerse del suelo ni de la cubeta del excusado. En caso de que la muestra no pueda ser examinada de inmediato, debe mantenerse a temperatura ambiente o en el refrigerador a 4°C, no deben congelarse, porque destruye los quistes y trofozoitos de los protozoarios (Guevara, 2014).
Para enviar muestras a lugares distintos, es necesario añadir algún conservador, que permita mantener los huevos y/o quistes en condiciones óptimas de identificación La cantidad de muestra fecal recolectada debe ser aproximadamente 20 gramos. El frasco debe ser rotulado con los siguientes datos: Apellidos y nombres Edad Sexo Hora de evacuación Fecha de evacuación
1. Colocar en un extremo de la lámina portaobjetos una gota de suero fisiológico y, con ayuda de un aplicador, agregar 1 a 2 mg de materia fecal, emulsionarla y cubrirla con una laminilla cubreobjeto. 2. Colocar en el otro extremo de la lámina portaobjetos, una gota de lugol, y proceder a la aplicación de la muestra fecal como el párrafo anterior. 3. Con el suero fisiológico, los trofozoitos y quistes de los protozoarios se observan en forma natural, y con lugol, las estructuras internas, núcleos y vacuolas. 4. En algunos casos, se recomienda el uso de colorantes vitales, debido a que no alteran la actividad del trofozoito. (verde brillante 0.2% y rojo neutro 0.01%) (INS, 2003)
PROCEDIMIENTO
Observar al microscopio a 10x o 40X. No es aconsejable usar objetivo de inmersión. Recorrer la lamina en siguiendo un sentido direccional (derecha a izquierda o de arriba a abajo). RESULTADO POSITIVO 1. El informe debe contener el nombre del paciente, los agentes observados y su estadio o forma evolutiva: quistes (q), ooquistes (o), trofozoítos (t), esporas (e), huevos (h) o larvas (l). 2 La intensidad parasitaria puede expresarse cualitativa o semicuantitativamente: 2.1. Cualitativamente: Escaso, regular o buena cantidad, según sea el grado de facilidad o dificultad para ubicarlos. 2.2 Semicuantitativamente: Contando las formas parasitarias: Si se observan 1 ó 2 elementos en toda la lámina, escribir el nombre del agente y su estadio evolutivo (+) Si se observan de 2 a 5 elementos por campo microscópico 10X ó 40X. (++) Si se observan de 6 a 10 elementos por campo microscópico 10X ó 40X. (+++) Si se observan >10 elementos por campo microscópico 10X ó 40X. RESULTADO NEGATIVO Informar que no se observaron quistes, trofozoítos, ni huevos de parásitos. (INS, 2003).
MÉTODO DE SEDIMENTACIÓN ESPONTÁNEA DE TELLO
Mayor sensibilidad para la detección de helmintos y protozoarios (Terashima, 2009) por su tamaño y mayor gravedad sedimentan rápidamente cuando se suspende en agua potable o agua destilada (Guevara, 2003).
- Cita siempre al autor/a
PROCEDIMIENTO
+ info
Y usa este espacio para describirla. Es esencial para que una presentación tnga mayor impacto visual.
Se logró observar quiste de: Entamoeba coli Entamoeba histolitica Giardia lamblia Iodamoeba butschlii
resultados
Fasciola hepatica
Ascaris lumbricoides
Trichuris trichiura
Hymenolepis nana
+ info
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+ info
+ info
vídeo
Resultados de la práctica Informar la presencia de huevos o larvas de parásitos tomando en cuenta las siguientes características:
REFERENCIAS • Departamento de Microbiología Parasitología e Inmunología. (2010). Guía de Trabajos Prácticos - Parasitología. FACULTAD DE MEDICINA UNIVERSIDAD DE BUENOS AIRES. https://xdoc.mx/documents/guia-de-tp-parasitologia-facultad-de-medicina-5f208a8e5d3ee • Guevara Montero, R., & Navarro Torres, M. (2014). Manual de Prácticas de Laboratorio de Parasitología. Universidad Nacional de San Cristóbal de Huamanga. • Instituto Nacional de Salud. (1999). Manual Procedimientos de Laboratorio. • ORGANIZACIÓN PANAMERICANA DE LA SALUD. (1983). MANUAL DE TÉCNICAS BÁSICAS PARA UN LABORATORIO DE SALUD (ORGANIZACI). . INS. Manual de procedimientos de laboratorio para el diagnóstico de los parásitos intestinales del hombre. 2003. Serie de normas técnicas N° 37. Terashima Angélica, Marcos Luis, Maco Vicente, Canales Marco, Samalvides Frine, Tello Raúl. Técnica de sedimentación en tubo de alta sensibilidad para el diagnóstico de parásitos intestinales. Rev. gastroenterol. Perú [Internet]. 2009 Oct [citado 2020 Ago 27] ; 29( 4 ): 305-310. Disponible en: http://www.scielo.org.pe/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S1022-51292009000400002&lng=es • Universidad María Auxiliadora. (2020). Parasitología. https://www.studocu.com/pe/document/universidad-maria-auxiliadora/parasitologia/tecnicas-de-coloracion/9530121