4. Laboratorio Parasitología (Métodos del aparato digestivo)

2 EXÁMENES ESPECIALES PARA EL DIAGNÓSTICO DE PARASITOSIS DEL APARATO DIGESTIVO

María Leticia García GómezOctubre 2021

Índice

Examenes especiales para DX de Parasitosis del Aparato Digestivo

Capsula duodenal

TAMIZADO

Observacion

Material y método

Graham

Manual Lab. Parasitología

Material

Material y reactivos

Sondeo Duodenal

Metodología

Método de Baerman

Metodología

01 Tamizado

Fasciola hepatica

Tamizado

• En este grupo de exámenes se encuentran todas aquellas técnicas que auxilian para el diagnóstico del tubo digestivo, como es el caso de fasciolosis, en la que auxilian para el diagnóstico del tubo digestivo, como es el caso de fasciolosis, en la que los adultos se encuentran en conductos biliares. Algunos de los métodos implementados para este tipo de diagnósticos especiales se mencionarán a continuación:.

Material

• Solución Mezclar ambas sustancias y guardar en frasco.isotónica
• Solución de alcohol etílico al 70%
• Alcohol etílico de 95% 70 partes
• Agua destilada 25 partes
• Mezclar ambas sustancias y guardar en frasco.

• Cajas de Petri
• Microscopio compuesto con lupa o
• Microscopio Esteroscópico
• Tamices de malla de diferente grosor
• Abatelenguas
• Pinzas de disección sin dientes.

Metodología

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Después que ya ha pasado toda la materia fecal, se van revisando cada uno de los tamices, buscando los parásitos que hayan quedado retenidos en ellos.

Se toman los parásitos o pedazos de ellos con las pinzas de disección, y se pasan a cajas de Petri que previamente se les ha puesto solución salina isotónica.

Con el abatelenguas, se mueven los trozos de materia fecal para que vaya pasando con más facilidad por los tamices.

Se colocan las tamices, uno sobre otro, en orden decreciente de grosor de las mallas (la más gruesa arriba y al final la más fina).

Se coloca la materia fecal en el tamiz más superior, se colocan al chorro del agua en el fregadero.

Por ejemplo, es factible que en primer tamiz hayan quedado proglótidos y pedazos de estróbilo de T. solium T. saginata, en el segundo tamiz es posible que hayan quedado adultos de Trichuris trichiura y así sucesivamente.

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Si entre las porciones de céstodos que se obtuvieron, hay trozos muy finos, se examinan con el estereoscópico para buscar el escóles.

Los parásitos así colectados pueden posteriormente, seguir un proceso de tinción o aclaración.

OBSERVACION 40 X

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Paso 4

Paso 3

Paso 2

Paso 1

Paso

Cajas del tamiz

Paso 6

Paso 5

Proglótidos

Observación Técnica cuantificacion Taenia sp

Taenia saginataHasta 18 metros de longitud Escólex sin ganchos Proglótidos grávidos móviles Más de 12 ramas uterinas

Taenia solium8 a 10 m de longitud Escólex con doble cadena de ganchos Proglótidos grávidos con menos de 12 ramas uterinas

HUEVOEsférico 30 a 40 micras de diámetro Embrióforo radiado Embrión exacanto

Cosmopolita Transmisión por alimentos Mecanismo de infección Ingestión de carne cruda o malcomida Deficiencias en el control sanitario de rastros y matanzas

Taenia saginata carne de bovino parasitada cisticercos Boris viable ingestión duodeno evaginación fijación del escolex a la pared yeyunal crecimiento y formación de la cadena estrobilar proglótidos grávidos desprendimiento de los proglótidos grávidos desintegración del proglótido huevos libres salida en heces contaminación del suelo Huésped porcino ingestión del huevo intestino delgado eclosión del huevo hexacanto libre penetración a pared intestinal vasos sanguíneos circulación general tejido muscular evolución a la forma larvaria “cisticerco Huésped humano ingestión del huevo intestino delgado eclosión del huevo hexacanto libre penetración a pared intestinal vasos sanguineos tejido celular subcutáneo tejido muscular SNC ojo evoluciona a la forma larvaria se produce la cisticercosis

02 MÉTODO DE GRAHAM

Enterobius vermicularis.

Es le clásico método de raspado perianal para obtención de huevos de Enterobius vermiculares. Fue Heller en 1876 quien ideó el raspado anal para la obtención de oxiuros; más tarde, en 1941, Graham introduce su técnica de raspado, utilizando para ello, la cinta de celofán adhesiva. Mazzotti, en 1946 recomienda esta técnica para la búsqueda de huevos de Taenia sp. En la práctica, también se han encontrado huevos de Ascaris lumbricoides, T. trichiura, e Hymenolepis nana. Este método es el más útil y más efectivo para la búsqueda de huevos de Enterobius vermicularis.

+ Manual de laboratorio UAEM

Material

• Portaobjetos de 25 x 75 mm
• Microscopio compuesto •
• Cinta de celofán adhesiva de 12 mm de ancho
• Abatelenguas.

Metodología

PASO 3

PASO 1

PASO 2

Se le dan instrucciones al paciente para que llegue temprano al laboratorio, para la toma de la muestra; que no se bañe ni defeque, para evitar el arrastre mecánico de los huevos de Enterobius vermicularis.

Se toma el abatelenguas y en un extremo se coloca la cinta con la parte adhesiva hacia fuera; se sujeta ambos con los dedos pulgares e índice.

Se coloca el paciente en posición genupectoral, exponiendo el esfínter anal y el reriné.

Manual Laboratorio Prasitología UAEM

Metodología

6. Se adhiere al portaobjetos, anotando en un extremo del mismo, nombre, edad y sexo del paciente.

4. Se coloca el paciente en posición genupectoral, exponiendo el abatelenguas con la cinta hacia la izquierda, derecha, arriba y abajo; por último se hace un raspado de la región perineal.

7. Se lleva la preparación al microscopio y se observa con objetivo 10x cambiando al 40x cuando se tenga duda. Se examina sistemáticamente toda la preparación para la localización e identificación de las formas parasitarias.

5. Se separa cuidadosamente la cinta del abatelenguas.

+ Manual UAEM

Enterobius vernicularis

Observación al Microscopio10X y 40X

Epidemiología

Adultos Macho 2 a 5 mm de longitud por 0.2 extremo posterior enroscado espícula copulatoria visible alélulas visibles en la porción anterior Hembra 1 cm. De longitud por 0.5 de grosor

Parasitosis familiar de grupos asilos reclusorios internados Transmisión ano-boca huevos aerotransportados Forma infectante huevo larvado Mecanismo de infección ingestión del huevo larvado

extremos posterior visible alélulas visibles en la porción anterior huevo 50 a 60 micras por 20 a 30 micras transparentes una cara plana una cara convexa larva en su interior

Huevo larvado Ingestión Intestino delgado Eclosión larva libre Región cecal Adultos maduros Fecundación migración de la hembra Región anal Oviposición Huevo libre 6 horas Huevo larvado

03 Capsula Duodenal

Giardia lambliaStrogyloides stercoralis Fasciola hepatica

• Beal y Cols publicaron en 1970,
• una técnica para la obtención de muestras de contenido duodenal,
• por medio de una cápsula de gelatina que contiene un hilo absorbente.
• Se utiliza para demostrar la presencia de parásitos que se alojan en duodeno y que en un momento crean dificultades para el diagnóstico, como son:
• Giardia lamblia, Strongyloides stercoralis y Fasciola hepatica.

Material

• Vidrio de reloj o caja de Petri
• Pipeta Pasteur
• Portaobjetos de 25 x 75 mm
• Cubreobjetos de 22 x 22 mm
• Microscopio compuesto dos de puntos.
• Tela adhesiva
• Guantes de cirujano,
• pinzas
• Bulbo de goma

Cápsula de Beal (cápsulas de gelatina, tipo farmacéutica, con hilo trenzado de nylon y algodón, de aproximadamente 90cm de longitud para adultos y de 70 cm. Para niños; en su interior conteniendo un fragmento de plomo cubierto de silicones; el hilo sale por el extremo posterior de la cápsula y cuando está lista para administrase, el hilo lo tiene doblado en su interior) ado de punto.

Metodología

Paso 1

Paso 4

Paso 2

Paso 3

Se le dice al paciente que ingiera la cápsula, con jugo o té, manteniéndola del extremo del hilo..

Cuando ya ha tragado la cápsula, el extremo del hilo se fija en la mejilla con cinta adhesiva.

Se le pedirá al paciente que se presente en el laboratorio por la mañana y en ayuno.

Se toma la cápsula con las pinzas, del extremo del hilo que sobresale.

+ info

Paso

Se le pide al paciente que camine un rato y enseguida que se recueste del lado derecho.

Paso

Se le deja la cápsula de 30 a 90 minutos.

Paso

Pasando el tiempo señalado; se extrae el hilo, mediante una tensión suave y sostenida; si estuvo en duodeno, presentará el hilo una coloración verde amarillenta.

Paso 10

Paso 9

Paso 8

Se observa con el microscopio con el objetivo 10x y 40x si es necesario.

Se exprime con los dedos pulgares e índice, la porción del hilo impregnada con el contenido duodenal y se deposita el producto en el vidrio de reloj con una pequeña cantidad de solución salina.

Se homogeneiza la muestra y se toma una porción con la pipeta Pasteur, se coloca sobre un porta y un cubre.

Manual FAC.MED UAEM

04 Sondeo Duadenal

Por medio de esta maniobra se puede obtener contenido duodenal para la búsqueda de parásitos cuyo hábitat es el duodeno y sobre todo cuando son problemas de diagnóstico. Esta maniobra se realiza básicamente en un hospital. El médico es el encargado de hacerla y enviar el producto al laboratorio.

05 Método Baermann

Trichinella spiralis

Este es un método para la concentración de larvas rabditoides y filariformes. Fue en 1971, cuando Baerman diseñó el aparato que lleva su nombre, para recuperar larvas de uncinarias del suelo; en 1922, Cort y Col, modificaron el método colocando una malla de alambre sobre el embudo y luego una gasa y usaron agua caliente en lugar de agua a temperatura ambiente que se describía en la técnica original.

Es un método muy útil y conveniente para hacer una buena concentración de larvas, se utiliza en Microbiología agrícola para obtener larvas de nemátodos de plantas y de vida libre; en Parasitología Médica se utiliza para concentrar larvas de estrongiloides y uncinarias, así como también para las larvas de Trichinella spiralis.

Material

• Lugol parasicológico
• Vaso precipitado de 100 ml
• Tubos de centrifuga de 13 x 100 mm
• Portaobjetos de 25 x 75 mm
• Cubreobjetos de 22 x 40 mm
• Embudo de vidrio o polietileno de 7.5 cm de diam.
• Termómetro graduado de 0 a 100º.

• Microscopio compuesto. • Centrifuga con camisas para tubos de 13 x 100 mm
• Soporte universal con anillo de 8 cm, de diámetro.
• Malla de alambre de mosquitero cortada en cuadros de 12 cm.
• Un trozo de manguera de caucho de 7 a 10 cm de largo.
• Gasa cortada en cuadros de 12 cm. De lado
• Abatelenguas
• Pinzas de mohr.

Metodología

Paso 1

Paso 2

Paso 3

Se llena el embudo con agua que previamente se calentó a 50º. De tal manera que la malla y gasa se mojen.

Se coloca la materia fecal sobre la malla y la gasa.

Se arma dispositivo según esquema adjunto.

Pasos 4 a 7

6. Con una pipeta Pasteur, se toma una gota del agua y se coloca entre el porta y el cubre y se examina con el microscopio.

4. Se deja reposar durante 2 horas, para que las larvas pasen al agua del embudo.

7. Si la muestra está positiva el agua que se encuentra en el vaso de precipitado se centrifuga durante 5 minutos a 1500rpm. Y se toman los sedimentos y se buscan las larvas. De encontrarse, son muy móviles, por lo que se recomienda agregar un agota de lugol parasicológico para facilitar la observación.

5. Pasadas las dos horas, se abre la pinza, dejando salir el agua y se recibe en el vaso de precipitado.

Caracteristicas Generales: Adultos macho 1mm por 60 micras de diámetro extremo anterior delgado extremo posterior con dos papilas hembra 2mm por 150 micras de grosor vulva en cara ventral larvas 100 por 6 micras enquistadas cápsula elíptica 400 por 250 micras larva enroscada de 1mm de longitud. Epidemiología: Huésped: cerdo rata perro gato zorra oso cobayo Mecanismo de infección ingestión de carne parasitaza, cruda o mal cocida embutidos sin control sanitario en su preparación

Precauciones: Se debe de manejarse la muestra con guantes para evitar posibles infecciones, sobre todo cuando se sospecha que existen larvas filariformes, que son infectantes. Lavar el lugar de trabajo con abundante agua y jabón para evitar infecciones.aquí

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